Bakteerien tahrausominaisuudet ja valmistus



 bakteriaalinen tahra on laajennus bakteriaalisten mikro-organismien suspensiota sisältävän ohuen kalvon muodossa, joka suoritetaan läpinäkyvällä lasilevyllä tai dio- leilla havainnointia varten optisen mikroskoopin alla.

Kalvon muodossa oleva laajennus suoritetaan mikro-organismien erottamiseksi mahdollisimman paljon, koska jos ne on ryhmitelty, havainto ei ole selvä.

Bakteeriviljelmien tutkimuksessa käytetään parannusmenetelmiä, joiden avulla voidaan analysoida niitä paremmin. Mikro-organismien pienen koon vuoksi optisen mikroskoopin käyttö on välttämätöntä sen havainnoimiseksi.

Optiset mikroskoopit ovat välttämättömiä välineitä tahrojen tarkkailuun. Näissä käytetään optisia linssejä ja valoa, joka mahdollistaa näytteiden visualisoinnin suurella koon kasvulla.

Yleensä elävillä soluilla ei ole rakenteita, jotka ovat enimmäkseen värillisiä, nähdään optisen mikroskoopin läpi, ne ovat värittömiä, läpinäkyviä näytteitä ja osoittavat hyvin vähän sisäistä kontrastia ja ympäristöään.

Havaitseminen yksinkertaisella valokentällä mikroskoopilla ilman lisävärjäysmenetelmiä on hyvin rajallinen ja sitä käytetään vain joissakin tapauksissa, kuten mikro-organismien liikkeen havainnoinnissa.

Mikro-organismien tarkkailemiseksi on saavutettava tasapaino kontrastin ja erotuskyvyn välillä. Solujen yksityiskohtia ei voida havaita mikroskoopilla, jopa suurella resoluutiolla; väriaineiden käyttö edellyttää värjäysmenetelmiä, jotka antavat havainnon kontrastin.

indeksi

  • 1 Laadukkaan bakteerilevyn ominaisuudet
    • 1.1 Erinomainen kontrasti
    • 1.2 Hyvä korjaus
    • 1.3 Hyvä värjäys
  • 2 Valmistelu
    • 2.1 A. Frotis
    • 2.2 B. Kiinnitys
    • 2.3 C. Yksinkertainen värjäys
    • 2.4 D. Mausteen lopullinen säilyttäminen
  • 3 Viitteet

Hyvän laadun bakteerisilven ominaisuudet

Erinomainen kontrasti

Erinomaisen kontrastin saavuttamiseksi kutsutaan hienostuneita mikroskooppeja vaihekontrastimikroskooppi, differentiaalinen häiriö ja tumman kentän mikroskooppi. Tämän tyyppistä mikroskooppia käytetään mm. Bakteerirakenteiden, kuten vaippojen ja filamenttien, havainnoimiseen.

Värjäys on yksinkertainen tekniikka, jolla lisätään selkeää kenttämikroskoopilla saavutettua kontrastia. Tässä tekniikassa voidaan käyttää erilaisia ​​väriaineita, jotka parantavat merkittävästi havaintoa mikroskoopin alla.

Tahrat valmistetaan suoraan mikro-organismien suspensioiden leveillä tai leveillä liuoksilla, jotka on aiemmin kuivattu ja kiinnitetty.

Hyvä korjaus

Kiinnitys on tekniikka, jota käytetään solurakenteiden säilyttämiseen; aiheuttaa mikro-organismien inaktivoitumisen ja tarttumisen liukulasin lasiin. On olemassa erilaisia ​​kiinnityskäsittelyjä: lämmön kiinnitys ja kemiallinen kiinnitys.

Lämmön kiinnitys

Tämä on menetelmä, jota käytetään eniten bakteriaalisen tahran havainnoinnissa. Tekniikka koostuu levittämään bakteriaalisen suspensiota sytyttimen liekin avulla. Tämä tekniikka kykenee säilyttämään bakteerien ulkoisen morfologian, mutta tuhoaa niiden sisäiset rakenteet.

Kemiallinen kiinnitys

Kemiallinen kiinnitys käyttää muun muassa säilöntäaineita, kuten formaldehydiä tai formaldehydiä, etanolia ja etikkahappoa. Kemiallisten kiinnittimien käytön etuna on, että saavutetaan mikro-organismien sisäisten solurakenteiden säilyttäminen.

Hyvä värjäys

Yleisimpiä menetelmiä aikaisemmin kuivatun ja kiinteän tahrauksen värjäykseen ovat positiivinen tai yksinkertainen värjäys, differentiaalivärjäys ja negatiivinen värjäys. On myös erityisiä tekniikoita tiettyjen solurakenteiden värjäykseen (kapseli, itiö, lippu).

Positiivinen värjäys tai yksinkertainen värjäys

Positiivinen tai yksinkertainen värjäys on eniten käytetty tahranpoistotekniikka. Käyttää väriaineita, joilla on kyky sitoutua tiettyihin mikrobirakenteisiin, jolloin ne voidaan tarkkailla mikroskoopilla.

Näissä väriaineissa on kromoforisia ryhmiä (värillinen osa) niiden kemiallisessa rakenteessa, vuorotellen kaksoissidoksia ja yksinkertaisia ​​sidoksia (konjugaatio). Nämä sidokset voivat puolestaan ​​muodostaa ionisia tai kovalenttisia sidoksia joidenkin solurakenteiden kanssa.

Positiivisessa tai yksinkertaisessa värjäyksessä käytetyt väriaineet ovat useimmiten kemiallisia johdannaisia aniliini (värilliset orgaaniset suolat).

Toisaalta väriaineiden joukossa löytyy joitakin emäksisen pH: n ja muiden happaman pH: n kanssa.

Perusvärit

Emäksisissä väriaineissa kromoforiryhmällä on positiivinen sähkövaraus. Suurimmassa osassa prokaryoottisia mikro-organismeja on neutraali sisäinen pH, ja niiden solupinta on negatiivisesti varautunut. Tämän sähköstaattisen vuorovaikutuksen kautta kromofori sitoutuu soluun ja värjää sen.

Esimerkkejä emäksisistä väriaineista ovat metyleenisininen, violetti kristalli, malakiitinvihreä, perusfussiini, safraniini, muun muassa.

Happovärit

Happoväriaineissa kromoforiryhmällä on negatiivinen sähkövaraus. Näitä käytetään proteiinien värjäykseen positiivisesti varautuneilla aminoryhmillä. Esimerkkejä happoväriaineista ovat happo-fussiini, ruusun Bengali, Kongon punainen ja eosiini.

Eri värjäys

Eri värjäysmenetelmä käsittää kahden eri värin tai intensiteetin värin levittämisen erilaisten mikro-organismien erottamiseksi mikroskoopin alla. Gram-värjäys ja hapon ja alkoholin resistenssin värjäys ovat bakteriologian eniten käytettyjä eroja.

Gram-värjäystä käytetään alustavana testinä, jotta tiedetään soluseinän tyypin, koon, soluryhmittymän lisäksi. Gram-väritestin avulla soluseinät sisältävät bakteerit luokitellaan grampositiivisiksi bakteereiksi ja gram-negatiivisiksi bakteereiksi.

Negatiivinen värjäys

Tässä tekniikassa käytetään kemiallisia väriaineita, jotka eivät läpäise solun sisäosaa, mutta ne tekevät sen, että elatusaine, jossa mikro-organismit näkyvät mustana taustana.

Negatiivisen värjäytymisen tekniikassa, mustetta valmistetaan pisaralla kiinalaisen musteen tai nigrosiinin suspensiota, joka huoneenlämpötilassa kuivumisen sallimisen jälkeen muodostaa kalvon, joka on läpinäkymätön valon kulkua varten. Tällä tavalla mikro-organismit havaitaan kirkkaina muodoina tummalla pohjalla.

valmistelu

A. Levitä

1.- Pese diat hyvin, kuivaa imukykyisellä paperilla ja merkitse ne. Etiketissä on ilmoitettava valmisteen sisältö, päivämäärä ja sen henkilön nimi, joka käsitteli sen.

2.- Sytytä kevyempi ja steriloi liekkisilmukka liekissä, kunnes se on kuumaa.

3.- Anna kahvan jäähtyä.

4.- Ota bakteeriviljelyputki, poista korkki ja siirrä putken suu nopeasti sytyttimen liekin lähelle (liekki).

5.- Esittäkää inokulaatiosilmukka putken sisälle, joka sisältää bakteeriviljelmän, ja ota näyte.

6.- Jos viljely on nestemäisessä väliaineessa, laita näyte otetulla kahvalla liukukappaleen keskelle ja levitä se huolellisesti noin 2 cm: n halkaisijaltaan.

7.- Inokulointisilmukan sterilointi uudelleen.

8.- Annetaan tahran kuivuminen ilmassa.

9.- Toista vaiheet 3 - 8 kolme kertaa.

10.- Jos viljelmä on kiinteässä elatusaineessa, liukukappaleeseen tulisi laittaa tippa tislattua vettä. Tämä tehdään sekoittamaan pieni näyte viljelmästä, joka on otettu inokulaation kahvalla, vaiheiden 2 - 5 (asepsisolosuhteet) ohjeiden mukaisesti.

11.- Laajenna laimennetun näytteen liuos vesipisaralla ja toista kolme kertaa.

B. Kiinnitys

1.- Lisää kuiva-aineisiin nestemäisen väliaineen viljelmistä, kaksi tippaa metanolia tai absoluuttista etanolia..

2.- Anna kuivua ilmassa pois sytyttimestä.

3.- Jos tahra on peräisin viljelmästä kiinteässä elatusaineessa, kuiva tärkkelys kiinnitetään lämmöllä, joka kulkee sen läpi 2-3 kertaa nopeasti sytyttimen kuumimman alueen läpi.

4.- Kosketa levyn alaosaa vasemman käden selkäosalla (oikeakätinen, muuten käytä oikeaa kättä) ja tarkista, että se on kylmä.

C. Yksinkertainen värjäys

1.- Lisää 2 tippaa valittua väriainetta ja anna sen toimia kunkin väriaineen erityisprotokollissa vaadittuna ajankohtana (yleensä 1–5 minuuttia).

2.- Jotkin väriaineet edellyttävät lämmön käyttöä niiden aktivoimiseksi, jolloin on välttämätöntä olla hyvin varovainen lämmittäessäsi sytyttimen liekin liekkiä (manipuloida sitä pinseteillä ja välttää kiehumista). Musteen ylikuumeneminen voi tuhota solut, joita haluat tarkkailla.

3.- Poista ylimääräinen väriaine pesemällä tislatulla vedellä piketistä. Poista pesuvesi napauttamalla varovasti liukua sen reunasta, kallistettuna työpöydälle.

4.- Anna ilmakuivauksen.

5.- Havainnon tyypistä riippuen tässä vaiheessa käytetään peitekansiota. Peitelevy suojaa ja säilyttää tahran. Jos havainto tehdään upottamalla öljy tässä vaiheessa, ei peitekalvoa käytetä, mutta leviämistä ei voida säilyttää.

D. Mausteen lopullinen säilyttäminen

1.- Upota rasva peräkkäin kaikkiin alla mainittuihin liuoksiin vähintään 5 minuutin ajan. Näiden "kylpyjen" tarkoituksena on jättää lika täysin kuivaksi. Kukin reagenssi on tyhjennettävä, ennen kuin levitetään jälki seuraavaan kylpyyn.

Dehydratointikylpyjen järjestys on seuraava:

  1. Etanoli 70%
  2. 95% etanolia
  3. Puhdas asetoni
  4. Sekoita asetoni-ksyloli 1: 1
  5. ksyleeni

Sitten anna ilmakuivauksen.

2.- Kiinnitä peitelevy, mieluiten 22 × 22 mm, käyttämällä kanadalaista balsamia tai muita kiinnityskeinoja.

viittaukset

  1. Briggs, G. (1965). Syy-tekijät mikrobiologisissa laboratorioonnettomuuksissa ja -infektioissa. Yhdysvaltain armeijan biologiset laboratoriot. Fort Detrick.
  2. Cappucino, J.G. ja Welch, C.T. (2017). Mikrobiologia: laboratoriokäsikirja. Pearson.
  3. Holt, J.G. Editori. (1977). Lyhyempi Bergeyn käsikirja determinatiivisesta bakteriologiasta. 8th Baltimore: The Williams ja Wilkins Co.
  4. Johnson, T.R. ja asia; CL (2018). Laboratoriokokeet mikrobiologiassa. Pearson.
  5. Tille, P. (2017). Diagnostinen mikrobiologia. 14th St. Louis, USA: Elsiever, Inc.